Амигдалин индуцирует апоптоз в клетках линии HeLa рака шейки матки человека
Амигдалин индуцирует апоптоз в клетках линии HeLa рака шейки матки человека
Оригинал статьи: https://www.researchgate.net/publication/233383171_Amygdalin_induces_apoptosis_in_human_cervical_cancer_cell_line_HeLa_cells
Данная работа частично поддержана грантом Ключевого грантового проекта Министерства образования КНР (№ 707020).
Декларация интересов
Авторы не сообщают о каких-либо декларациях интересов.
- Февраль 2013 г.
- Иммунофармакология и иммунотоксикология 35(1):43-51
ДОИ: 10.3109/08923973.2012.738688
- Источник
- PubMed
Авторы:Юй Чэнь
Цзиньшу Ма
Фан Ван
Цзе Ху
Иммунофармакология и иммунотоксикология, 2013; 35(1): 43–51
© 2013 Informa Healthcare USA, Inc.
ISSN 0892-3973 печать / ISSN 1532-2513 онлайн
DOI: 10.3109/08923973.2012.738688
ИССЛЕДОВАТЕЛЬСКАЯ СТАТЬЯ
Амигдалин индуцирует апоптоз в клетках рака шейки матки человека HeLa
Юй Чен, Цзиньшу Ма, Фан Ван, Цзе Ху, Ай Цуй, Чэнго Вэй, Цин Ян и Фан Ли
Кафедра патогенобиологии, Медицинский колледж Бетьюн, Цзилиньский университет, Чанчунь, Цзилинь, Китай
Аннотация
Амигдалин, природное вещество, было предложено в качестве эффективного противоракового средства. Влияние амигдалина на клетки рака шейки матки ранее не изучалось. В данном исследовании мы обнаружили, что жизнеспособность клеточной линии рака шейки матки человека HeLa значительно подавлялась амигдалином. Окрашивание 4,6-диамино-2-фенилиндолом (DAPI) показало, что клетки HeLa, обработанные амигдалином, развивали типичные апоптотические изменения. Развитие апоптоза в клетках HeLa, обработанных амигдалином, было подтверждено двойным окрашиванием аннексином V-FITC и йодидом пропидия (PI), а также увеличением активности каспазы-3 в этих клетках. Дальнейшие исследования показали, что антиапоптотический белок Bcl-2 был подавлен, тогда как проапоптотический белок Bax был активирован в клетках HeLa, обработанных амигдалином, что указывает на вовлечение внутреннего пути апоптоза. In vivo введение амигдалина ингибировало рост ксенотрансплантатов клеток HeLa через механизм апоптоза. Результаты настоящего исследования предполагают, что амигдалин может предложить новую терапевтическую опцию для пациентов с раком шейки матки.
Ключевые слова: Амигдалин, рак шейки матки, клетки HeLa, апоптоз, ксенотрансплантат
Введение
Рак шейки матки в настоящее время является одним из наиболее распространенных злокачественных новообразований и второй ведущей причиной смерти женщин во всем мире, унося жизни около 280 000 женщин ежегодно. Восемьдесят процентов случаев рака шейки матки происходят в развивающихся странах, и это также вторая ведущая причина смертности среди женщин в возрасте 21–39 лет в США. Несмотря на достижения в радиотерапии и химиотерапии, проблемы, связанные с этими методами лечения, такие как побочные эффекты и развитие лекарственной устойчивости, остаются нерешенными. В то же время высокий уровень смертности от рака шейки матки остается относительно стабильным. Одной из стратегий решения этих проблем является разработка новых методов лечения и их добавление к текущим подходам борьбы с раком шейки матки. В поиске альтернативных методов лечения рака мы обратили внимание на то, что природное цианидсодержащее вещество, амигдалин, приобретает репутацию дополнительного средства для лечения рака благодаря своей эффективности в подавлении роста раковых клеток и легкой доступности. Поэтому механизмы противоракового действия амигдалина и его применение in vivo заслуживают дальнейшего изучения.
Амигдалин в изобилии содержится в семенах абрикосов, миндаля, персиков, яблок и других растений семейства розоцветных и состоит из двух молекул глюкозы, одной молекулы бензальдегида и одной молекулы цианида. Амигдалин, как сообщалось, обладает противораковым эффектом, индуцируя апоптоз в клетках рака простаты и подавляя гены, связанные с клеточным циклом, в клетках рака толстой кишки человека SNU-C4. Считается, что бензальдегид в амигдалине способен вызывать анальгетический эффект, а цианид в амигдалине может индуцировать противоопухолевый эффект. Амигдалин может стать новым терапевтическим средством для пациентов с раком, хотя использование амигдалина в качестве противоракового препарата вызывает споры из-за опасений токсичности цианида.
Растет интерес к сообщениям об амигдалине как о препарате для лечения рака. Противораковый эффект и механизм действия амигдалина при раке шейки матки ранее не изучались. Настоящее исследование было разработано для изучения апоптотического эффекта амигдалина на клетки рака шейки матки человека HeLa in vitro и in vivo, чтобы обосновать его использование в лечении рака шейки матки.
Материалы и методы
Реагенты
Амигдалин, диметилсульфоксид (DMSO), 4,6-диамино-2-фенилиндол (DAPI) и тритон X-100 были приобретены у Sigma-Aldrich (Сент-Луис, Миссури, США). Мышиные антитела против β-актина, мышиные антитела против Bcl-2 и кроличьи антитела против Bax были приобретены у Santa Cruz (Санта-Круз, Калифорния, США). Вторичные антитела, конъюгированные с пероксидазой хрена, кроличьи антимышиные или козьи антикроличьи антитела были приобретены у Rockland Inc. (Филадельфия, Пенсильвания, США).
Культура клеток
Клеточная линия рака шейки матки человека HeLa и клеточная линия человеческого эмбрионального амниона FL были приобретены в Онкологическом центре Китайской академии медицинских наук. Клетки культивировали в 75 см² флаконах для культивирования тканей в увлажненной атмосфере с 5% CO₂ при 37°C в среде Дульбекко, модифицированной Игла (DMEM; Gibco, США), с добавлением 10% фетальной бычьей сыворотки (FBS) (Invitrogen, США) и 1% пенициллина-стрептомицина (100 Ед/мл пенициллина и 100 мкг/мл стрептомицина). В ходе эксперимента клетки поддерживались в тех же условиях, за исключением использования 0,2% FBS вместо 10% FBS.
МТТ-тест на цитотоксичность
МТТ-тест на цитотоксичность использовался для определения цитотоксичности амигдалина на клетки HeLa и FL. Клетки HeLa и FL выращивали в конечном объеме 100 мкл среды DMEM, содержащей 10% FBS, в 96-луночных планшетах при плотности 1 × 10⁶ клеток/мл. Через 12 часов амигдалин добавляли в концентрациях 1,25, 2,5, 5, 10 и 20 мг/мл в среде DMEM с 0,2% FBS на 24 часа. После добавления 5 мкл МТТ-реагента (набор для анализа пролиферации клеток MTT; Trevigen, США) в каждую лунку планшет инкубировали в течение 4 часов перед добавлением 100 мкл растворителя DMSO в лунки. Затем оптическую плотность при 570 нм измеряли с помощью микропланшетного ридера (Bio-Tek, Уинуски, Вермонт, США). Процент жизнеспособности клеток рассчитывали по формуле (OD обработанного образца / контрольный OD) × 100%. Тест проводился не менее трех раз.
Морфология клеток HeLa и FL
Клетки HeLa и FL высевали в 96-луночные планшеты для культивирования. Через 12 часов амигдалин добавляли в лунки в концентрациях 1,25, 2,5, 5, 10 и 20 мг/мл в среде DMEM, содержащей 0,2% FBS, на 24 часа. Затем морфологические изменения клеток наблюдали под инвертированным оптическим микроскопом (CKX41 Olympus; Olympus, Япония).
Окрашивание DAPI
Окрашивание DAPI использовалось для наблюдения морфологических изменений ядра в апоптотических клетках. 2 × 10⁵ клеток HeLa высевали в 6-луночные планшеты и культивировали в среде DMEM, содержащей 10% FBS, в течение ночи. Затем среду заменяли на DMEM с 0,2% FBS и обрабатывали амигдалином в концентрациях 1,25, 2,5, 5, 10 и 20 мг/мл в течение 24 часов. После удаления среды клетки дважды промывали холодным фосфатно-солевым буфером (PBS), фиксировали 100% этанолом в течение 20 минут при комнатной температуре и снова дважды промывали холодным PBS. Клетки наблюдали под флуоресцентным микроскопом (IX70-SIF2 Olympus; Olympus).
Двойное окрашивание аннексином V-FITC и йодидом пропидия
Индукция апоптоза амигдалином оценивалась с помощью двойного окрашивания аннексином V-FITC и йодидом пропидия (PI). После инкубации клеток HeLa с амигдалином в концентрациях 1,25, 2,5, 5, 10 и 20 мг/мл в среде DMEM, содержащей 0,2% FBS, в 6-луночных планшетах в течение 24 часов, клетки собирали, дважды промывали холодным PBS и анализировали на апоптоз с помощью двойного окрашивания аннексином V-FITC и PI (набор для обнаружения апоптоза Annexin V-FITC; KeyGEN, Нанкин, Китай). Вкратце, 5 × 10⁵ клеток ресуспендировали в связывающем буфере (10 мМ HEPES, pH 7,4, 140 мМ NaCl, 1 мМ MgCl₂, 5 мМ KCl, 2,5 мМ CaCl₂), окрашивали 5 мкл аннексина V-FITC в течение 10 минут, а затем окрашивали 5 мкл PI в течение еще 15 минут. Клетки немедленно анализировали с помощью проточного цитометра (FACScan; BD Biosciences, Милан, Италия). На изображении с проточного цитометра клетки в верхней правой части (Q2), нижней левой части (Q3) и нижней правой части (Q4) представляют поздние апоптотические клетки, жизнеспособные клетки и ранние апоптотические клетки соответственно.
Вестерн-блоттинг
Вестерн-блоттинг использовался для оценки экспрессии белков, связанных с апоптозом. После инкубации с амигдалином в концентрациях 1,25, 2,5, 5, 10 и 20 мг/мл в среде DMEM, содержащей 0,2% FBS, в течение 24 часов, клетки HeLa собирали, дважды промывали PBS и растворяли в лизирующем буфере [150 мМ NaCl, 0,1% NP-40, 0,5% натрия дезоксихолата, 0,1% SDS, 50 мМ Tris, 1 мМ дитиотреитол (DTT), 5 мМ Na₃VO₄, 1 мМ фенилметилсульфонилфторид, 10 мкг/мл трипсина, 10 мкг/мл апротинина, 5 мкг/мл лейпептина; pH 7,4] в течение 2 часов при 4°C. Лизат центрифугировали при 12 000 g в течение 15 минут при 4°C. Концентрацию белка в лизате измеряли с помощью набора для колориметрического анализа белка Bio-Rad (Bio-Rad, США). По 30 мкг белка из каждого образца подвергали электрофорезу в полиакриламидном геле с SDS и переносили на мембрану из поливинилидендифторида. Затем мембрану блокировали PBS, содержащим 5% обезжиренного молока, при 4°C в течение 1 часа и инкубировали с мышиными антителами против β-актина, мышиными антителами против Bcl-2 и кроличьими антителами против Bax (1:200) при 4°C в течение 12 часов. Мембрану промывали буфером TBST (20 мМ Tris-HCl, 150 мМ NaCl, 0,05% (об./об.) Tween 20) три раза. Затем мембрану инкубировали с вторичными антителами, конъюгированными с пероксидазой хрена, кроличьими антимышиными или козьими антикроличьими антителами (1:500) в течение 1 часа при комнатной температуре. После инкубации мембрану полностью покрывали равным количеством усилителя и раствора перекиси из набора ECL Plus (Beyotime, Шанхай, Китай) в течение 2 минут. Затем мембрану экспонировали на пленку (Kodak, США) и проявляли. Эксперимент повторяли не менее трех раз.
Анализ активности фермента каспазы-3
Каспаза-3 является ключевым биомаркером апоптоза. Активность каспазы-3 in vitro измеряли с помощью колориметрического набора (Genscript, Нью-Джерси, США). Согласно инструкции производителя, клетки HeLa, инкубированные в среде DMEM, содержащей 0,2% FBS, обрабатывали амигдалином в концентрациях 1,25, 2,5, 5, 10 и 20 мг/мл в течение 24 часов. Затем клетки лизировали для обнаружения хромофора p-нитроанилида (pNA) после его отщепления от меченого субстрата DEVD-pNA. Оптическую плотность измеряли при длине волны 405 нм с помощью микропланшетного ридера. Относительное увеличение активности каспазы-3 определяли путем сравнения оптической плотности pNA из клеток HeLa, обработанных амигдалином, с таковой из необработанного контроля.
Противопухолевая активность амигдалина in vivo
Модель голых мышей, имплантированных клетками HeLa, использовалась для оценки влияния амигдалина на образование опухоли и морфологию. Самцы голых мышей BALB/c (4–6 недель, 16–20 г) были приобретены у Beijing Vital River Experimental Animals Technology (Пекин, Китай). Для создания ксенотрансплантата опухоли HeLa у мышей культивированные 5 × 10⁶ клеток HeLa собирали и вводили в правый бок мышей. Когда размер опухолей достигал 30–50 мм³, мышей случайным образом разделяли на три группы по шесть мышей в каждой. Мыши контрольной группы получали ежедневную внутрибрюшинную инъекцию 0,9% NaCl в объеме 0,2 мл в течение 14 дней. Мыши положительной контрольной группы получали ежедневную внутрибрюшинную инъекцию 30 мг/кг 5-фторурацила (5-FU) в объеме 0,2 мл в течение 14 дней. В группе лечения мыши получали 300 мг/кг амигдалина в объеме 0,2 мл в течение 14 дней. Мышей в каждой группе взвешивали, и размер опухолей регистрировали с помощью штангенциркуля каждые 2 дня. Объем опухоли (TV) рассчитывали по формуле 0,5 × длинная ось × (короткая ось)². Через день после последней инъекции опухоли аккуратно удаляли, фиксировали в 10% нейтральном формалине в PBS и затем заливали в парафин. Все процедуры проводились в соответствии с руководящими принципами, установленными Национальным научным советом Китайской Республики.
TUNEL-анализ
Срезы толщиной 5 мкм, полученные из парафиновых блоков опухолевых тканей, использовали для идентификации апоптоза с помощью набора для терминальной дезоксинуклеотидилтрансферазы dUTP-концевого мечения (TUNEL) (KeyGEN). Степень апоптоза оценивали путем подсчета TUNEL-положительных клеток. Апоптотический индекс определяли по формуле количество TUNEL-положительных клеток / общее количество клеток в пяти случайно выбранных полях зрения с большим увеличением (увеличение, ×400).
Статистический анализ
Данные были выражены как средние значения и стандартное отклонение для всех экспериментов. Статистически значимые различия определялись между контрольной и обработанной амигдалином группами с использованием t-критерия Стьюдента (программное обеспечение SPSS 16.0). Значимость различий обозначалась как *p < 0,05, **p < 0,01 и ***p < 0,001.
Результаты
Влияние амигдалина на жизнеспособность клеток HeLa и FL
Жизнеспособность клеток HeLa, обработанных амигдалином, снижалась в зависимости от дозы. При концентрациях 1,25, 2,5, 5, 10 и 20 мг/мл жизнеспособность клеток HeLa, обработанных амигдалином, составляла 93,38 ± 4,15% (p > 0,05), 91,67 ± 5,29% (p > 0,05), 83,14 ± 5,46% (p < 0,01), 70,67 ± 2,59% (p < 0,001) и 48,56 ± 2,86% (p < 0,001) от контрольного значения соответственно. Интересно, что амигдалин не оказывал влияния на жизнеспособность клеток FL (рисунок 2).
Морфологические изменения клеток HeLa, обработанных амигдалином
Увеличение концентраций амигдалина вызывало тенденцию к снижению количества клеток HeLa, но не вызывало значительных изменений в количестве клеток FL (данные не показаны). Клетки HeLa становились округлыми после обработки амигдалином, особенно при более высоких концентрациях амигдалина (рисунок 3A). Окрашивание DAPI клеток HeLa, обработанных амигдалином, выявило конденсацию и фрагментацию ядер (рисунок 3B).
Анализ апоптоза с помощью двойного окрашивания клеток HeLa аннексином V-FITC и PI
Клетки HeLa становились апоптотическими после обработки амигдалином. Распределение апоптотических клеток HeLa, измеренное с помощью проточной цитометрии, показало, что количество ранних (Q4) и поздних апоптотических (Q2) клеток HeLa значительно увеличилось по сравнению с контрольной группой (рисунок 4A). Конкретно, увеличение концентраций амигдалина при 0, 1,25, 2,5, 5, 10 и 20 мг/мл коррелировало с увеличением соотношения апоптотических клеток к общему количеству клеток HeLa следующим образом: 8,8 ± 0,7%, 14,3 ± 1,6%, 15,6 ± 2,9%, 21,4 ± 1,8%, 25,4 ± 2,3% и 33,7 ± 2,6% (рисунок 4B).
Экспрессия белков Bcl-2 и Bax
Экспрессия белка Bax увеличивалась, а экспрессия белка Bcl-2 снижалась в зависимости от дозы в клетках HeLa, обработанных амигдалином. После 24 часов воздействия амигдалина в концентрациях 1,25, 2,5, 5, 10 и 20 мг/мл соответствующие соотношения экспрессии белка Bax к экспрессии белка Bcl-2 были следующими: 0,17 ± 0,05, 0,25 ± 0,04, 0,41 ± 0,09, 0,68 ± 0,1, 1,36 ± 0,13 и 1,69 ± 0,11 (рисунок 5A и B).
Влияние амигдалина на активность каспазы-3 в клетках HeLa
Каспаза-3 в клетках HeLa активировалась амигдалином в зависимости от дозы. Увеличение концентраций амигдалина при 0, 1,25, 2,5, 5, 10 и 20 мг/мл приводило к соответствующим увеличениям активности каспазы-3 следующим образом: 0,139 ± 0,02, 0,149 ± 0,02, 0,164 ± 0,01, 0,29 ± 0,01, 0,394 ± 0,01, 0,482 ± 0,04. Кроме того, ингибитор каспазы-3 DEVD-fmk прекращал активацию каспазы-3, вызванную амигдалином. При концентрации 20 мг/мл амигдалина активность каспазы-3 в клетках HeLa, обработанных DEVD-fmk, составляла только 25,7% от таковой без обработки DEVD-fmk (рисунок 6).
Влияние амигдалина на рост клеток HeLa in vivo
Ксенотрансплантаты опухолей, пересаженные клетками HeLa, использовались для оценки противоопухолевого эффекта амигдалина in vivo. Амигдалин значительно ингибировал рост опухоли. Средний объем опухоли (TV) у контрольных мышей составлял 453,2 ± 132 мм³ через 14 дней после инъекции физиологического раствора. В то время как TV у мышей, которым вводили 300 мг/кг амигдалина или 30 мг/кг 5-FU, составлял 255,4 ± 134,8 или 269,5 ± 101,3 мм³ (рисунок 7A и B). Не было значительных изменений в массе тела между контрольной, 5-FU и амигдалиновой группами (рисунок 7C). Амигдалин ингибировал рост опухоли в модели ксенотрансплантата опухоли через механизм апоптоза. Процент TUNEL-положительных клеток в группах контроля (физиологический раствор), 5-FU (30 мг/кг) и амигдалина (300 мг/кг) составлял 2,1 ± 0,7, 36,3 ± 2,1 и 33,8 ± 3,5 соответственно (рисунок 7D и E).
Обсуждение
Основной целью настоящего исследования было проверить гипотезу о том, что амигдалин индуцирует апоптоз в клеточной линии рака шейки матки человека HeLa, чтобы оценить его как дополнение к текущим методам лечения рака шейки матки. В настоящем исследовании есть три ключевых вывода: (1) жизнеспособность и количество клеток HeLa снижались после обработки амигдалином; (2) индуцированный апоптоз в клетках HeLa может происходить через внутренний путь апоптоза; (3) in vivo введение амигдалина ингибировало рост опухоли клеток HeLa через механизм апоптоза.
МТТ-тест может точно определить количество живых клеток и является незаменимым для оценки цитотоксичности, связанной с скринингом противораковых препаратов. Используя этот тест в настоящем исследовании, мы обнаружили, что амигдалин снижал жизнеспособность клеток HeLa в зависимости от дозы. Эффект амигдалина на жизнеспособность клеток, по-видимому, зависел от типа клеток, так как жизнеспособность клеток FL, обработанных амигдалином, не показала значительных изменений по сравнению с необработанными клетками FL (рисунок 2). Подобное явление было продемонстрировано при наблюдении культивируемых клеток под микроскопом: количество клеток HeLa, обработанных амигдалином (рисунок 3A), было значительно меньше, чем у необработанных контрольных клеток HeLa, тогда как количество клеток FL не изменялось под действием амигдалина. Механизмы, лежащие в основе различий между клетками HeLa и FL в ответ на амигдалин, остаются неясными. Некоторые уникальные особенности клеток HeLa или FL должны способствовать этим различиям. Некоторые исследования предполагают, что раковые клетки богаты β-глюкозидазой, которая может расщеплять амигдалин для высвобождения цианида, оказывая токсическое воздействие на раковые клетки.[^14, 15, 16] Другие исследования предполагают, что роданеза, которая способна детоксифицировать цианид, присутствует в нормальных тканях, но отсутствует в раковых клетках. Совместное действие этих двух ферментов может быть ответственно за индукцию токсичности, связанной с цианидом, в раковых клетках, обработанных амигдалином, в то время как нормальные клетки остаются неповрежденными.[^9, 17] Клеточная линия HeLa происходит из клеток рака шейки матки человека, а клетки FL — из доброкачественных клеток эмбрионального амниона человека. Дальнейшие исследования необходимы для определения, обогащены ли клетки HeLa β-глюкозидазой, а клетки FL — роданезой, и отвечают ли эти особенности за специфичность амигдалина на пролиферацию клеток HeLa по сравнению с клетками FL.
Настоящее исследование продемонстрировало, что амигдалин способен индуцировать апоптоз в клетках HeLa. Поэтому мы считаем, что снижение жизнеспособности клеток HeLa под действием амигдалина происходило через механизм апоптоза. Мы проверили апоптотические эффекты амигдалина на клетки HeLa с помощью различных методов, включая окрашивание DAPI и анализ морфологических изменений ядер под флуоресцентным микроскопом (рисунок 3B). Двойное окрашивание аннексином V-FITC и PI использовалось для измерения количества ранних и поздних апоптотических клеток с помощью проточной цитометрии (рисунок 4).[^19, 20] Активность каспазы-3, которая, как известно, опосредует ключевые части апоптотического пути[^21, 22, 23], и соотношение Bax к Bcl-2 также увеличивались под действием амигдалина. Результаты этих исследований продемонстрировали апоптотический эффект амигдалина на клетки HeLa. Индукция апоптоза амигдалином в нескольких других типах клеток была недавно сообщена, включая клетки рака простаты и клетки промиелоцитарного лейкоза, что согласуется с выводами нашего исследования, за исключением типа клеток. Существует два пути, опосредующих развитие апоптоза: внешний путь и внутренний путь. Внешний путь опосредуется рецепторами смерти. Митохондрии играют центральную роль во внутреннем пути[^28, 29], который регулируется семейством белков Bcl-2.[^30, 31, 32] Результаты настоящего исследования показали, что соотношение белка Bax к белку Bcl-2 увеличивалось в клетках HeLa, обработанных амигдалином, в зависимости от дозы, что предполагает вовлечение внутреннего пути в индуцированный амигдалином апоптоз. Помимо апоптоза, другим механизмом, с помощью которого амигдалин снижал жизнеспособность клеток HeLa, могла быть остановка клеточного цикла. Чтобы проверить возможность вовлечения клеточного цикла, клетки HeLa, обработанные амигдалином, окрашивали, и распределение клеток на фазах G0/G1, S и G2/M измеряли с помощью проточной цитометрии. Было показано, что распределение клеток HeLa, обработанных и не обработанных амигдалином, на фазах G0/G1, S и G2/M оставалось одинаковым, что указывает на отсутствие остановки клеточного цикла в снижении жизнеспособности клеток HeLa под действием амигдалина (данные не показаны). Механизмы, с помощью которых амигдалин снижает жизнеспособность клеток, могут варьироваться в зависимости от типа клеток с различным генетическим фоном: снижение жизнеспособности, вызванное амигдалином в клетках рака толстой кишки человека SNU-C4, было показано как опосредованное механизмом подавления белков, связанных с клеточным циклом, а не апоптозом.
Результаты настоящего исследования продемонстрировали, что амигдалин значительно ингибировал рост ксенотрансплантата клеток HeLa у голых мышей BALB/c через механизм индукции апоптоза (рисунок 7). Результаты исследования in vivo являются новыми, так как мы не видели подобных отчетов в публикациях до сих пор. Не было обнаружено явных побочных эффектов у голых мышей после введения амигдалина. Это может быть правдой, так как амигдалин является своего рода травой или витамином, встречающимся в природе. Хотя он содержит цианидную группу, которая токсична для живых клеток, он безопасен, пока молекула амигдалина остается неповрежденной без высвобождения цианидной группы ферментативно из молекулы амигдалина.
Заключение
В этом исследовании наши результаты демонстрируют, что амигдалин способен ингибировать рост клеточной линии рака шейки матки человека HeLa как in vitro, так и in vivo через механизм индукции апоптоза. Мы предполагаем, что амигдалин может служить потенциально эффективной терапией для рака шейки матки.
Благодарности
Эта работа частично поддержана грантом Министерства образования КНР (№ 707020).
Заявление о конфликте интересов
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.